اثر فشار بالا روی Listeria spp در مورد خصوصیات ریز ساختاری و بافت ماهی دودی

چکیده:
تحقیق بر روی اثر پردازش فشار بالا ( HPP) بصورت کوتاه مدت بر روی غیر فعالسازی Listeria
innocua بخوبی اثر روی بافت و ریز ساختارها صورت پذیرفت. اکسیداسیون چربی، رنگ و فلور باکتریایی بخوبی مطالعه شده است. HPP در فشار ۹۰۰-۷۰۰ برای ۱۰ ثانیه غیر فعالسازی Listeria innocua را در ماهی دودی از ۴۵۰۰ cfu/g تا سطح غیر قابل تشخیص افزایش داد.

Listeria innocua حساس تر بود به HPP نسبت به فلور مورد آزمون قرار گرفته. کیفیت تولید از لحاظ میکروبیولوژی ارایه گردید و هیچ علامتی مبنی بر اکسیداسیون چربی وجود نداشت. اثر HPP بر روی قرمزی محصولات مشاهده نشد، گر چه فورا بر روی روشنایی اثر کرد و ماهی دودی روشن تر گردید. بسته به فعالیت و نقش زمان و فشار اثرات روی ریز ساختارها با فشار و زمان و معنی دار شدن در فشار ۹۰۰ مگا پاسکال و زمان ۶۰ ثانیه افزایش یافت. اثر روی ریز ساختار ها با کاهش باکتری منطبق بود. هدف از این مطالعه گردآوری اطلاعاتی برای صنعت روی توسعه HPP در فشار ۹۰۰-۴۰۰ مگا پاسکال با زمان فشار کمتر از ۶۰ ثانیه می باشد.

 

مقدمه:
در سالهای اخیر تولید جهانی آبزیان افزایش یافته است و اکنون با سرعت بیشتر از بخش تولیدات غذایی حیوانی در حال رشد می باشد. عمده ای از مزارع آتلانتیک به تولید ماهی دودی و عرضه آن به بازار جهانی مشغول می باشند. اما دود ی کردن یکی از قدیمی ترین روش های پردازش است که برای توسعه غذایی مورد استفاده قرار گرفته است. زمانی که تولیدات جهانی افزایش یافت مشکلاتی از قبیل آلودگی های باکتریایی در ماهی دودی نیز افزایش یافت (Gombas, Chen, Clavero, & Scott, 2003; Gram, 2001; Gudmundsdottir
et al., 2005).
حقیقت این است که دما در خلال دودی کردن هرگز از ۲۸ درجه افزایش نمی یابد این هیچگونه اثر معنی داری روی Listeria monocytogenes همچون ترکیب نمک و دمای پایین، سایر محافظ ها نداشته و بوسیله استفاده از کشت های میکروبی حفاظتی که می تواند جلوگیری کند از رشد در دماهای سرد صورت می پذیرد ( Fonnesbeh Vogel, Yin, Hyldig, Mohr & Gram 2006, Huss, Jorgensen & Fonnesbed Vogel, 2000; Gram 2001, Trone, teixeira& Gibbs,2006; Yoon, Burnette, Abou-Zied & Whiting 2004).
این روشها نمی توانست از رشد این باکتری جلوگیری کند. اگر ارگانیسم نتواند حذف یا کند شود و با توجه به اینکه مراحل توقف رشد معرفی و شناسایی نشده است. لذا خطرات احتمالی لازم است توسط محدودیت تاریخ مصرف در دمای ۴ درجه سانتی گراد برای اطمینان از اینکه بیشتر از ۱۰۰ سلول وجود نداشته باشد کنترل گردد. ممکن است جهت ترفیع محدودیت زمانی در خصوص

انبار کردن نیاز به استقرار و ثبات پردازشگرهایی باشد. زیرا آن نسبت به سطح اولیه ارگانیسم در تولید تولیدات تازه واکنش نشان می دهد. و این مطلب در جهت مواجه شدن با درخواست های مشتری درباره سلامت غذا با تاریخ مصرف قدیمی می باشد. لازم است تا یک روش پردازش جدید برای ماهی دودی نیز توسعه یابد. در دهه اخیر محققان امکانات استفاده و کاربرد تعدادی از تکنولوژی های جدید در برابر این پاتوژن کشف کرده بودند.
پردازش فشار بالا یکی از این تکنولوژی های نوید بخش می باشد. این یک تکنیک نگهداری بدون

دمایی ( گرمایی) می باشد که وابسته به فشار، زمان، دما و خصوصیات تولید است و آن به میکروارگانیسم ها اجازه می دهد تا با تغییرات دمایی در بافت، رنگ و طعم بعنوان مقایسه با تکنولوژی های متفاوت مرسوم غیر فعال شوند ( Carpi, Gola, Maggi, rovere & Buzzoni, 1995; Cheftel 1995;Knorr, 1993; Torres & Velazquez 2005).
اولین بار پردازش فشار بالا در مورد غذاها توسط Hite که در سال ۱۸۹۹ که استفاده کرد این تکنولوژی را برای افزایش تاریخ مصرف شیر گزارش شد و سپس چندین مطالعه روی غذاهای متفاوت منتشر شد. اکثر مطالعات به کاربرد HPP بر روی غذاهای دریایی که روی اثرات آن روی پروتئین ها از جمله ( Angsupanich, Edde & Ledward, 1999) رنگ ماهیچه (Amanatida et al,2000, Ohshima, Ushio &Koizumi, 1993) چربی ها ( Chevalier, Bail & Ghoul,2001;Ohshima, Nakagwa & Koizumi 1992) و باکتری ها ( Amanatidou et al 2000, Smelt 1998) اجرا شده است ، مربوط می باشد.
اثر HPP روی L.monocytogenes در خصوص اثر تیمار زمان (Patterson, Quinn, Simpson & Gilmour, 1995; Simpson & Gilmour 1997)، فشار (Shigehisa, Ohmori, Saito, Taji & Hayashi 1991) و حداقل شرایط ۳ پارامتر ( فشار- زمان – دما) برای افزایش کاهش حیات سلول ( Ritz et al) بسیار مطالعه شده است.
Lakshmanan و Dalgaard در سال ۲۰۰۴ نشان دادند که فشار در ۲۵۰ مگا پاسکال غیر فعال نکرد. L.monocytogenes اما فازهای تاخیری در روزهای ۱۷ و ۱۰ و در دمای ۵ و ۱۰ درجه به ترتیب مشاهده شدند. فشار در ۲۰۰ مگا پاسکال اثراتی روی دما و بافت ماهی دودی سرد داشت.
مطالعه دیگر نشان داد که تیمار فشار بالا بر روی ماهی دودی منجر به توسعه تاریخ مصرف از ۶۰ به ۱۸۰ روز در ۳ یا ۸ درجه بدون تغییرات حسی، میکروبیولوژی، شیمیایی گردید و حضور پاتوژن را در

نمونه های تلقیح شده بصورت معنی داری و بصورت کامل غیر فعال کرده بود ( Garpi et al, 1995).
Montero, Gomes –Estaca و Gonez-Guillen در سال ۲۰۰۷ ارایه کردند که ماهی دلفینی دودی سرد تحت شرایط شوری زیاد و دودی شدن ( ۹۳/۲ % نمک و فنل ۸۲ppm) پردازش شد و در ترکیب با تنظیم فشار در ۳۰۰ مگا پاسکال در دمای ۲۰ درجه به مدت ۱۵ دقیقه تعدادی از L.monocytogenes به مدت صد روز در انبار نگهداری شدند. مقاومت میکروارگانیسم ها به

فشارهای مختلف وابسته به فشار، زمان و دما می باشد.
با افزایش تیمار فشار و زمان برخی از L.monocytogenes در فرآورده های پنیری، گوشتی و آب میوه کاهش یافت (Fonberg – Broczek et al 2005).
L.monocytogenes مشخص گردید که به تغییرات فشار بسیار حساس هستند و منجر به هزینه های HPP می شود که آن باید با افزایش تیمار فشار و نگهداشتن تیمار زمان مرغوب شود ( Chen

, Guan & Hoover 2006). اکثر مطالعات مربوط است به کاربرد HPP غذاهای دریایی که بکار بردند فشار ۷۰۰-۲۰۰ مگا پاسکال را برای ۳، ۵،۱۰،۱۵ یا ۲۰ دقیقه (Torres & Velazquez 2005).
اگرچه توسعه های جدید در تکنولوژی فشار بالا این امکان را فراهم نموده است که فشار بالا را تا ۱۰ ثانیه تحمل نمایند. هدف این تحقیق برای مطالعه اثر HPP ( 400-900 مگا پاسکال) روی بقایای Listeria innocua و خصوصیات ( ریز ساختاری، بافت و رنگ) ماهی دودی سرد در خلال ۱۰-۲۰-۳۰ و ۶۰ ثانیه می باشد. تغییرات در تعداد کلی باکتری های زنده، باکتری های اسید لاکتیک و اسپورهای باسیلوس تحقیق گردیده است.

۲- مواد و روش:
آماده سازی محیط باکتری:
به منظور انتخاب نوع استرین دراین تحقیق یکسری مطالعه قبلی بر روی ۶ استرین L.monocytogenes و ۲ استرین L.innocua صورت گرفته است.
تمامی استرین ها از ifl بعد از جداسازی از تولید یا پردازش محیط در خلال دودی کردن بدست آمده اند. استرین ها کشت شدند بصورت شبانه در Tryptic Soy Broth با ۶/۰ گرم عصاره مخمر در ۳۵ درجه و دوباره زیر کشت شدند. تمامی این استرین ها با یک تکنیک ژنتیکی الکتروفورزی مقایسه گردیدند( Gudmundsdottir et al, 2005).
استرین ها برای تاثیر HPP روی کاهش تعداد باکتری تست شدند:
L.innocua, strain Eu2173/E-34, Eu 2172/E-33; L.monocytogenes, strain E1, E5, H-01-170, L-327,L-435, L-462).

۲-۲: ماهی دودی سرد
ماهی قزل آلای آتلانتیک ( Salmo salar) پرورش داده شد و ذبح شد در Rifosht شمال ایسلند.
بعنوان یک نمونه، ۵۰ ماهی ۴-۳ کیلوگرمی که بصورت تصادفی از یک جمعیت بزرگ انتخاب شده بودن در ابتدا ذبح و سپس بر روی یخ نگهداری شدند. دو روز بعد ماهی در اتاق دود در ناحیه

Reykjavik دودی شد. لایه های ماهی در آب شور، شامل ۸ گرم Na Cl در ۱۰۰ سی سی آب برای ۲۴ ساعت نمک زده شدند و در طول ۲۴ ساعت در دمای ۲۰-۱۸ درجه سانتی گراد دودی شدند. هر لایه ماهی خالی شد و فورا برای آزمایشگاه ماه های ایسلند ( IFL) ارسال گردید. روز بعد لایه ها بریده شدند به قطعات ۵۰-۳۰ گرمی (۶*۴ سانتی متر) و بسته بندی شدند با Magic Vac TM Champion.
قبل از بسته بندی نصف نمونه ها با یک سی سی از سوسپانسیون باکتری (۲*۱۰۵ cfu/ml) از

باکتری ( L.innocua,E-34) برای بدست آوردن یک غلظت نهایی ۱۰۳-۱۰۴ cfu/g در نمونه ماهی آلوده شدند و در بافر مخصوص رقیق سازی انجام شد.
نصف دیگر آلوده نشدند اما با فشار بالا پردازش شد و برای آنالیز بافت و ریز ساختار استفاده شد. روز بعد نمونه ها به دانشگاه برلین، بخش مهندسی پرداذش غذا و بیوتکنولوژی غذا منتقل شدند.
روز ششم و هفتم نمونه های ماهی ها با فشار بالا در ۴۰۰، ۵۰۰، ۶۰۰، ۷۰۰، ۸۰۰ و ۹۰۰ برای ۱۰، ۲۰، ۳۰ و ۶۰ ثانیه پردازش شدند. روز هشتم نمونه ها به ایسلند برای میکروبیولوژی در IFL و محتویات نمک و تیو باربیوتیک اسید جهت آزمایش، و تعیین خصوصیات مواد استفاده شده برای این تحقیق ارسال گردید. نمونه ها برای این آنالیز ها از مواد خام و در مراحل مختلف پردازش بدست آمدند.

۲-۳: حجم آب، چربی و نمک، اکسیداسیون چربی، فعالیت آب و آنالیز pH:
حجم آب مطابق با ISO 6496 (1999). اندازه گیری شد. سپس نمونه ها در یک اون در دمای ۱۰۳+_۲ برای ۴ ساعت حرارت داده شدند. حجم آب مطابق با کاهش وزن بود. اسید چرب آن با روش عصاره گیری با استفاده از یک ماشین عصاره گیری سیستم اتوماتیکی ۲۰۵۰ Soxtec Avanti( Aocs, 1998 با نفت خام، در دمای ۶۰-۴۰ درجه سانتی گراد جوشانده شد.

حجم نمک مطابق با AoAc(2000) اندازه گیری شد ، محلول کلرید از نمونه ها با آب شامل اسید نیتریک عصاره گیری شد. حجم کلرید محلول با نیترات نقره تیتر شد و به منظور تعیین پتانسیل آن رقیق گردید.
اکسیداسون لیپید: واکنش تیوباربیتیک اسید با یک مدل اصلاح شده تعیین شد (Soensen, Jorgensen 1996). روش عصاره گیری توسط( Vyncke 1970,1975)البته با مقداری تغییرات شرح داده شده است.
اندازه نمونه ها کاهش یافت تا ۱۵ گرم و با ۳۰۰ سی سی از ۵/۷ گرم در ۱۰۰ گرم تری کلرواستیک اسید شامل ۱/۰ گرم در ۱۰۰ گرم از EDTA و Propyl gullate هموژنیزه شد. جذب نمونه ها و استاندارد ها در ۵۳۰ نانومتر اندازه گیری شد ،میزان malondialdehyde در هر کد.
فعالیت آب با استفاده از کپسول Aw-Wert-Messer در ۲۲ درجه سانتی گراد اندازه گیری شد و در انکوباتور برای حداقل ۴ ساعت نگهداری شد. کالیبراسیون و اصلاح دما بر اساس دستورالعمل تولید تنظیم گردید.
آنالیز pH: تقریبا ۵ گرم از بافت له شده با همان میزان از آب مخلوط شد و اندازه گیری pH با استفاده از PHM 80 portable Radiometer Analyted Copenhagen با یک الکترود غوطه ور مطابق با دستور العمل تولید بعمل آمد. تمامی آنالیزها بصورت دوتایی و سه تایی انجام شد.

۲-۴: آنالیز میکروبی: برای آنالیز میکروبی ۲۵ گرم از نمونه های ماهی به ۲۲۵ سی سی Maximum Recovery Diluent اضافه شد و در (Stomacher 400,A. J. seward, London. UK)stomacher برای دو دقیقه مخلوط شد. رقت های ۱۰ تایی آماده شد بوسیله اضافه کردن یک میلی لیتر رقت های قبلی به ۹ میلی لیتر MRD، Total Viable Psychrotrophic Count (TVC) و روی آگار مطابق با Van Spreekens (1974) با ۱ گرم Na Cl/100gr ( 15 درجه سانتی گراد برای ۷-۵ روز)پخش گردید.
اسید لاکتیک باکتری تعیین شد با پخش شدن روی آگار Nitrite Actidione Polymyxin (NAP) برای ۲۲ درجه سانتی گراد برای ۵ روز. برای تایید وجود LAB، تست کاتالیز انجام شد. اکثر روشهای استاندارد برای شمارش Listeria و محیط و مراحل مطابق با روش USDA-FSIS استفاده شد (۲۰۰۲).
اساس غنی سازی مایع Listeria بعنوان مرحله پیش غنی سازی مطابق با تلقیح مایع Fraser با یک زیر کشت برای یک آگار اصلاح شده Oxford از تمام تیوب های سیاه استفاده شد. در این مورد ۳ تیوب با ۳ بار رقیق شدن استفاده گردید. محدودیت برای این روش MPN 0.3 cfu/gr (نمونه های جامد و مایع) می باشد. یک میلی لیتر از نمونه های هموژنیزه به اولین لوله منتقل شد. هر کدام شامل ۱۰ میلی لیتر UVM در غلظت دو برابر. رقت سوم در یک غلظت از UVM ساخته شد. اندازه نمونه ها ۱, ۰٫۱ , ۰٫۰۱ از ماهی در هر ۱۰ میلی لیتر می باشد. برای شمارش اسپور باسیلوس ۱۰ میلی لیتر از ۱۰/۱ ترکیب در ۷۵ درجه سانتی گراد برای ۳۰ دقیقه حرارت داده شد. تکنیک

Pour Plate روی بشقابک شمارش انجام شد. بشقابک ها در ۳۵ درجه سانتی گراد برای ۲ روز انکوبه شدند. تمامی آنالیزها با دو تکرار انجام شد.

۲-۵: پردازش فشار بالا ( HPP).
2-5-1: اثر HPP روی کاهش Listeria spp :
مطالعه قبلی روی HPP در Ice Tec با استفاده از یک سیستم فشار بالای اتوکلاو مهندسی شده ( Erie, PA. USA) صورت گرفت. حداکثر فشار طراحی شده برای سیستم ۵۰۰ مگا پاسکالی

و در دمای اتاق بود. سایز نگهدارنده نمونه ۴۱/۲ بود. فشار عبور محیط ۵ ml/100 ml روغن در محلول آبی بود. سوسپانسیون سلول ۱میلی لیتر تلقیح شده به یک گاز که قرار گرفته در یک کیسه پلاستیکی و وکیوم شد توسط Magic VacTM Champion. استرین های باکتریایی در فشار بالای ( ۳۵۰ مگا پاسکال برای ۵ و ۲۰ دقیقه در دمای ۲۲ درجه سانتی گراد) تیمار شدند. مجموعا ۵ دقیقه نیاز است تا به این فشار در حالیکه فشار به آرامی کم می شود در ۳۰ ثانیه برسد.

۲-۵-۲: پردازش فشار بالای ماهی دودی:
پردازش فشار بالای ماهی دودی در دانشگاه فنی برلین بخش مهندسی پردازش غذا و بیوتکنولوژی در آلمان در یک سیستم فشار بالای طراحی آزمایشگاهی بعمل آمد. حداکثر فشار طراحی شده برای سیستم در یک رنج دمای ۱۰۰- ۲۵- ۱۰۰۰ Mpa بود.
سایز نگهدارنده نمونه ها ۷۵۱/۰ بود . مخلوط آب و گلیکول بعنوان محیط انتقال فشار استفاده گردید. اکثر استرین های مقاوم به HPP (E-34) L.innocua از نتایج مطالعه قبلی برای ادامه مطالعه اصلی انتخاب شدند. نمونه های ماهی بسته بندی شده دارای عاج و بدون عاج پردازش شدند در فشار بالا در ۴۰۰، ۵۰۰، ۶۰۰، ۷۰۰، ۸۰۰ و ۹۰۰ مگا پاسکال برای ۱۰، ۲۰، ۳۰ و۶۰ ثانیه. دما در خلال زمان نگهداری ( پس از حرارت دهی) به ۴۲ درجه سانتی گراد در تمامی آزمایشات رسید. نمونه های بدون تفاوت فشار داخلی و خارجی بعنوان کنترل استفاده شدند. ۱۰ ثانیه مورد نیاز است برای رسیدگی به ۴۰۰، ۵۰۰ و ۶۰۰ مگا پاسکال و ۲۰ تا ۲۵ ثانیه برای رسیدن به ۷۰۰، ۸۰۰ و ۹۰۰ مگا پاسکال.

۲-۶: آزمایشات ذخیره سازی با نمونه های عاجدار ماهی دودی سرد: آزمایشات ذخیره سازی نمونه ها بعد از دو تیمار HPP ( 500 و ۹۰۰ مگا پاسکال) و نمونه های حرارت ندیده بعنوان کنترل دمای ذخیره سازی ۵/۵ درجه سانتی گراد استفاده شد. نمونه ها برای تغییرات میکروبی ( LAB و TVC و اسپورهای باسیلوس)، بقای L.innocua و برای اکسیداسیون لیپید در روزهای ۵ ، ۱۲ ، ۲۶ و۴۱ تست شدند.

۲-۷: ریز ساختارها:

نمونه ها برای آنالیز ریز ساختاری از قطعات ماهی تیمار شده HPP انتخاب شدند و با استفاده از یک چاقوی چوب پنبه ای، به قطر ۱۱ میلی متر بریده شدند. آنها در لوله های پلاستیکی ۱۵ میلی متری از نظر قطر و ۳۰ میلی متر درازا قرار گرفتند( Kartella, Novigilo, Italy) و در نیتروژن مایع منجمد شدند. منجمد کردن در دمای زیر ۸۰- درجه سانتی گراد تقریبا به مدت ۴۰ ثانیه انجام شد. نمونه های منجمد شده در ۸۰- درجه سانتی گراد ذخیره شدند تا رنگ آمیزی شوند. نمونه ها برش خورده در ۲۷- درجه سانتی گراد در یک (Leica, Heidelberg, Germany) Leica CM1800 cryostat با برش های ۱۰µm ضخامت منجمد شدند. قطعات بر ش خورده روی اسلاید های شیشه ای قرار گرفتند و با G نارنجی (۰٫۵ g CI 16230 (polysciences, Warrington, PA)) و ۹۹ میلی لیتر آب مقطر و یک میلی لیتر استیک اسید رنگ آمیزی شدند. ابتدا قطعات با آب مقطر شسته شدند و به مدت ۵ دقیقه در محلول متیل بلو (۰٫۰۷gr CI 42780) و ۹۹ میلی لیتر آب و یک میلی لیتر استدند ، سپس در دمای اتاق خشک و با MOUNTEX سوئدی شمارش شدند. نمونه ها با یک میکروسکوپ نوری ( Leica DM RA2) در بزرگنمایی ۱۰۰ مورد بررسی قرار گرفتند و اشکال با استفاده از دوربین دیجیتال Leica DC300F عکسبرداری شدند.
عکس های ریز ساختاری نمونه ها در نرم افزار Leica QWin آنالیز شدند و میزان مواد غیر سلولی آنها اندازه گیری و شمارش شدند. در واقع فضای بین سلولی آنالیز شدند.

۲-۸: سنجش بافت:
تیغ برش Warner- Bratzler با ضخامت ۳٫۲۱ mm و درازای ۱۲۵ mm و پهنای ۷۰mm برای آنالیز کردن بافت ( TA,XT2) استفاده شد.
این تیغ نمونه ها رابا یک سرعت ثابت ۲ تا ۵ ثانیه ای برش می زند.
نرم افزار کامپیوتری برای نقشه / طرح یک زمان فشار تنظیم گردید و نتایج بعنوان حداکثر میزان نیرویی که لازم است برای برش نمونه ها استفاده گردد، بیان شد. نواحی زیر نمودار بعنوان پارامتری دیگر محاسبه گردید و میزان کلی کار مورد نیاز برای برش نمونه ها مشخص گردید.
این روش آزمون تراکم سازی فیبرهای تحت فشار تیغ، سفتی در فیبرهای نزدیک به هم را و برش فیبرها را ( Bouton, Harris & Shorthouse, 1975).
سنجش های بافت روی نمونه های برش خورده نواری انجام شد. و هر نمونه ۳ مرتبه سنجش شد.

۲-۹: آنالیز رنگ:
شدت نور رنگ با استفاده از Mini Scan XE plus در آزمایشگاه Hunter Lab که استفاده می

کند از منبع نوری D65 اندازه گیری شد.
دستگاه ها میزان L ( روشنایی، شدت نور سفید)، a ( قرمزی- شدت رنگ قرمز) و b ( زردی و شدت رنگ زرد) هر نمونه را ثبت نمودند و این آزمون ۳ مرتبه انجام شد.

۲-۱۰: آنالیز آماری:
اختلاف آنالیزی (ANOVA) بر روی آمار میکروبی و میزان TBARS در برنامه آماری (NCSS, Utah, USA) NCSS 2000 انجام شد. این برنامه چندین مقایسه با استفاده از Tukey-Karmerرا مح

اسبه می کند. همین آزمون برای بافت و ریز ساختار ها با استفاده از برنامه آماری Sigmastat ورژن ۰۳/۲ ( Systat Software Inc, California, USA ) استفاده شد و نتایج ملاحظه شده در ۰٫۰۵ < P معنی دار بود.

نتایج:
مشخصات و خصوصیات ماهی دودی سرد:
نتایج برای الگوی خشک، نمک، چربی و TBARS حداقل ۲ یا ۳ برابر ارایه شد. ماهی دودی سرد شامل ۳۷٫۲ g/100g +_0.4 ماده خشک و ۳٫۲ g Na Cl /100 g+_0.1 مطابق با ۴٫۹%+_۰٫۲% فاز آبی، چربی شامل ۹٫۶g/100gr+_0.4 و pH در حدود ۶٫۱+_۰٫۱ بود.
میزان TBARS پایین بود ۳٫۹ µmol/kg¬۰٫۱ µmol/kg. TVC روی LH و میزان LAB روی NAP در ماهی دودی سرد در مراحل مختلف پردازش در برشهای خام بعد از نمک زدن و شستن و بعد از مرحله دودی کردن تعیین شد ( شکل ۱). تعداد باکتری از <1 log cfu/g به ۲٫۶ log ¬ ۰٫۲ log cfu/g و به ۲٫۷ log+_0.1 log cfu/g به ترتیب افزایش یافت.
افزایش TVC اتفاق افتاد بعد ازمرحله نمک زنی و شستن زمانی که میزان LAB افزایش یافت در خلال پردازش و در تولید نهایی LAB از نظر میزان کلی غالب بود. این خوب است که بدانیم اکثر LAB روی LH زیاد خواهد شد و بنابراین آن شرح می دهد که LAB فلور ضایعات غالب در نمونه ها هست.
هیچکدام از اسپورهای Listeria و باسیلوس تشخیص داده نشد در هر کدام از این نمونه ها.
۳-۲: آزمون رقابت با L.innocua:
تعداد L.innocua در کشت شبانه بود ۲٫۰۳ *۱۰۹ cfu/ml.
ماهی دودی سرد عاجدار بود با رقت ۱۰۴ کشت شبانه و تعداد نهایی L.innocua در نمونه های عاجدار بود ۴٫۵ *۱۰۳ cfu/g.
افزایش فشار از ۴۰۰ به ۹۰۰ مگا پاسگال یک اثر معنی دار روی کاهش از >110 cfu/g به ۰٫۳ cfu/g بعد از ۱۰ ثانیه داشت ( جدول ۱).
در فشار ۵۰۰-۴۰۰ مگا پاسکال کاهش باکتری ها کمتر بود از ۵/۱ -۱ سیکل لگاریتمی. با افزایش زمان فشار در ۶۰۰ و ۷۰۰ مگا پاسکال افزایش یافت.
این نتایج نشان می دهد که باید فشار تا بالای ۹۰۰-۷۰۰ مگا پاسکال باشد تا اثر کافی داشته باشد در کاهش تعداد L.innocua در ماهی بسته بندی شده دودی سرد با توجه به سلامت تولید.
تعداد اولیه میکروب های گیاهی ( باکتریوم) در تولید عاجدار شدن مورد آزمایش قرار گرفت و مشخص گردید که در حدود ۴۵۰۰ cfu/g میباشد که برای بازار مناسب نیست.

۳-۳: آزمون دخیره سازی با نمونه های عاجدار ماهی دودی سرد:

۳-۳-۱: آنالیز میکروبی: میزان باکتری اولیه در نمونه ها شرح داده شده در قسمت ۱ و ۳٫
هیچ Listeria spp در نمونه های کنترل ( بدون عاج و بدون فشار) حتی بعد از ۴۱ روز ذخیره شدن در ۵/۵ درجه سانتی گراد تشخیص داده نشده ( شکل ۲ و ۳). که این نشان می دهد یک کیفیت خوب و سلامتی را در مواد خام استفاده شده در این آزمایش. شکل ۲ نشان می دهد که L.innocua در خلال انبار کردن کاهش یافت. هیچ کاهشی بعد از ۱۰ ثانیه مشاهده نشد و ان بدون تغییر تا بعد از ۲۶ روز باقی می ماند. با افزایش تیمار زمان تا ۲۰ و ۳۰ ثانیه مشخص شد کاهش در خلال ۱۲ روزهای اولیه انبارکردن اتفاق می افت اما بعد از اینکه باکتری ها بهبود یافتند و تعداد افزایش یافت. هیچ L.innocua در ۵ روز بعد از تیمار HPP در فشار ۹۰۰ مگا پاسکال تشسطح کاهش یافت ( ۰٫۳ -۲۰ cfu/g).

نمودار ۲ و ۳ شرح می دهد تغییرات را در مقدار TVC و LAB در ماهی دودی سرد وکیوم شده بعد از تیمار فشار و در خلال انبار کردن در ۵/۵ درجه سانتی گراد.
میزان LAB بصورت قابل ملاحظه ای از TVC یا log 5.5 در مقایسه با log 3.7 در نمونه های تیمار نشده بیشتر بود که نشان می دهد با استفاده از LH در ۱۵ درجه سانتی گراد تعدادی از LAB نمی توانند رشد کنند ( جدول ۲). متاسفانه LAB شناسایی نشد از بین گونه ها. در روز ۵ میزان TVC بود ۰٫۲ -۱٫۲ log کمتر در نمونه های تیمار شده در فشار ۵۰۰ mpa در مقایسه با نمونه های تیمار نشده ( جئول ۲). در خلال انبار کردن تعداد افزایش یافت و بعد از روز ۴۱ انبار در حدود ۰٫۸-۲٫۷ log افزایش یافت.
تعداد LAB کاهش معنی داری داشت در مقایسه با نمونه های تیمار نشده اما در خلال انبار داری ۴-۶ log افزایش یافت که این نشان می دهد LAB می تواند سریعتر دوباره احیا شود بعد از تیمار شدندر فشار ۵۰۰mpa زمانی که نمونه ها تیمار شدند در فشار ۹۰۰Mpa یک کاهش معنی داری دارد. TVC از Log 2-3 مشاهده شد زمانی که مقایسه شد با نمونه های تیمار شده بدون فشار در روز پنجم.

کاهش ۲٫۲ log بعد از ۱۰ ثانیه بود، ۲٫۷ log بعد از ۲۰ ثانیه و ۱٫۰ log بعد از ۶۰ ثانیه ( نمودار ۳) و این یک اثر بهتر را در تیمار زمان کوتاهتر نشان می دهد.
این نکته حایز اهمیت است که تعداد بعد از تیمار در فشار ۵۰۰mpa سریعتر افزایش یافت که این مطلب نشان می دهد که سلولها بیشتر خسارت می بینند بعد از تیمار در ۹۰۰ مگاپاسکال. اثرات روی میزان LAB کاملا واضح است. بعد از تیمار در فشار ۹۰۰ مگا پاسکال، ۲٫۹-۴٫۱٫کاهش یافت . بعد از انبار کردن برای ۲۶ روز میزان ۰٫۷-۲ log کمتر شد بعد از تیمار برای ۳۰ و ۶۰ ثانیه در مقایسه با ۱۰ و ۲۰ ثانیه که اثر بهتری دارد بعد از تیمار زمانی طولانی تر.
تیمار HPP اثر معنی داری روی رشد LAB ، در هر فشار ۵۰۰ و ۹۰۰ مگا پاسکالی داشت و آن مشخص بود که احیا شدن بعد از تیمار ۹۰۰ مگا پاسکال خیلی سخت بود.
یک کاهش ۴ log بعد از تیمار زمانی برای ۶۰-۲۰ ثانیه در فشار ۹۰۰ مگا پاسکال بعد از ذخیره کردن در روز ۲۶ مشاهده شد و میزان LAB، ۳٫۴-۶ log cfu/gr در فشار ۵۰۰ مگا پاسکال بود که نمونه های تیمار شده در مقایسه با ۸٫۱ log cfu/g در نمونه های غیر تیمار شده نشان داد که LAB حساس تر هستند به تیمار HPP.

تعداد LAB روی NAP تا ۱٫۲-۴ log بیشتر از میزان کلی روی LH بعد از تیمار در فشار ۵۰۰ مگا پاسکال افزایش یافت. اختلاف زیادی بعد از ۹۰۰ مگا پاسکال وجود نداشت. افزایش LAB بعد از تیمار HPP در فشار ۵۰۰ مگا پاسکال سریعتر بود ( جدول ۲ ) که در جدول نشان داده شده است. آنها می توانند دوباره بدلیل کمبود رقابت فلوری سریعتر احیا شوند.